Cómo enviar una muestra

Toma, acondicionamiento y envío

1. Establecer la finalidad

Antes de tomar la muestra es necesario establecer el objetivo del análisis, ya que de él dependen la matriz que se ha de muestrear, la intensidad de la toma y el momento en que se realiza.

• Diagnóstico de un daño en curso — se busca identificar la causa de un decaimiento ya manifiesto. La toma se dirige a las plantas sintomáticas y a su sistema radical, en la zona de transición entre el área afectada y el área sana: en el centro del rodal las raíces pueden estar ya degradadas y los nematodos haberlo abandonado.
• Comprobación de presencia — se busca saber si un determinado nematodo está presente o ausente. Requiere una intensidad de muestreo elevada, proporcionada al nivel de detección requerido, y especial atención a la profundidad en toda la superficie representada.
• Estimación de la densidad de población — se busca cuantificar la infestación, para evaluar el riesgo para el cultivo previsto o para comparar tratamientos experimentales. Requiere un número elevado de submuestras distribuidas por toda la superficie representada.

2. Qué matriz muestrear

Las matrices que pueden muestrearse son cuatro:

• Suelo — para la estimación de la densidad de población y para la evaluación del riesgo en ausencia de cultivo. El muestreo únicamente del suelo con el cultivo ya establecido subestima notablemente la población real. En presencia del cultivo, los nematodos parásitos deben buscarse en la planta o en su zona radical. Al final del ciclo de cultivo, gran parte de los huevos y de los juveniles se encuentra asociada a las raicillas.
• Raíces — imprescindibles para las formas endoparásitas y para la identificación de algunas especies
• Partes aéreas — tallos, hojas y bulbos, para los nematodos foliares y del tallo. Algunos parásitos, como Ditylenchus dipsaci, deben buscarse en la planta cuando el cultivo está presente: en el suelo resultarían difícilmente detectables.
• Agua — para la detección en sistemas de riego y en cultivo sin suelo: 1-2 litros tomados en el fondo de los depósitos o del sedimento de los filtros, evitando el agua corriente

3. Esquema de muestreo del suelo

Dividir la parcela en secciones homogéneas por tipo de suelo y por cultivo. Cada sección no debe superar los 2.500 metros cuadrados y debe muestrearse de forma independiente.

El número de submuestras — los testigos tomados con sonda y reunidos para formar una muestra única — varía con la finalidad del análisis:

• Autocontrol de la explotación: de 10 a 20 submuestras por sección
• Parcelas experimentales: no menos de 20 submuestras por parcela (EPPO PP 1/321 y PP 1/322)

Suelo desnudo o suelo con cultivo establecido

• Suelo desnudo — terreno en barbecho, en preparación o tras el arranque del cultivo: se toma únicamente suelo. El análisis proporciona el nivel de población presente y permite evaluar el riesgo para el cultivo previsto.
• Suelo con cultivo establecido — se toman suelo y raíces absorbentes, finas y provistas de pelos radicales, no porciones gruesas. Los dos materiales aportan información complementaria y el análisis se orienta generalmente al diagnóstico de un problema surgido en campo.

De esta distinción se deriva una regla de importancia fundamental. En presencia del cultivo la toma debe realizarse en la zona radical, cerca de las plantas: los nematodos fitoparásitos se concentran allí donde encuentran raíces que parasitar y migran progresivamente hacia los tejidos del cultivo. En ausencia del cultivo, al faltar una referencia radical, los puntos de muestreo deben distribuirse por toda la superficie de la parcela, de modo que la representen en su conjunto.

Distribución de los puntos de toma

Dentro de cada sección los puntos deben distribuirse de forma que representen toda la superficie, evitando concentrarlos en una sola porción. Los esquemas de uso común son el recorrido en zigzag, el recorrido en X y el recorrido en W, todos ellos destinados a atravesar el área en direcciones distintas.

La elección depende de las condiciones de campo:

• Suelo desnudo: recorridos que abarquen toda la sección. Los puntos pueden eventualmente concentrarse a lo largo de las líneas de trasplante del cultivo anterior
• Cultivos en líneas establecidos: submuestras a lo largo de las líneas, procediendo en zigzag entre líneas contiguas y evitando las entrelíneas
• Cultivos de siembra densa: recorrido en W, en X o en zigzag por toda la sección
• Cultivos perennes en producción: submuestras en correspondencia con la línea de goteo, una o dos por planta

Análisis en el arranque del cultivo

Se recomienda realizar el análisis con ocasión del arranque de un cultivo, cuando el sistema radical es accesible y es posible tomar raíces junto con el suelo; es el momento en que el dato resulta más completo. Además, el resultado llega cuando la decisión sobre el cultivo siguiente está aún por tomar, y puede por tanto orientarla.

4. Profundidad de la toma

El criterio general es muestrear todo el perfil que será explorado por las raíces. Los nematodos no se encuentran en los primeros 2,5-5 cm de suelo, donde las condiciones ambientales son variables y extremas: esa capa debe descartarse, eventualmente retirándola con una azadilla.

Muestrear siempre en la zona de las raíces absorbentes, cuya profundidad varía con el cultivo: en la mayoría de los cultivos anuales se sitúa en gran parte entre 15 y 20 cm, con un mínimo de 5 y un máximo de 30-40 cm. En vid y frutales puede alcanzar 40-50 cm y más.

La presencia de un sistema radical es determinante en la distribución del inóculo a lo largo del perfil vertical. Para los nematodos vectores de virus — Longidorus spp., Xiphinema spp., Trichodorus spp. — se ha descrito su presencia a profundidades muy superiores a la capa labrada.

5. Técnica de toma

Evitar el muestreo con el terreno muy seco o muy húmedo.

Tomar testigos verticales con sonda, preferible a la pala porque permite muestrear todo el perfil con un volumen de tierra reducido: con sondas finas, de diámetro comprendido entre 10 y 17 mm, se evita tener que reducir la muestra en campo, operación que introduce un error adicional.

Descartar los primeros 5-10 cm de suelo. Reunir los testigos tomados en un cubo limpio o en una bolsa y mezclar cuidadosamente. No tamizar para separar terrones y grava; retirarlos manualmente. Transferir después a una bolsa de plástico no biodegradable una cantidad no excesiva, suficiente para los análisis.

6. Cantidad

La cantidad depende del tipo de extracción, que a su vez depende del nematodo objetivo:

• Nematodos formadores de agallas (Meloidogyne spp.) y migratorios (p. ej. Pratylenchus spp.): 1.000-1.500 g de suelo
• Nematodos formadores de quistes (Heterodera spp., Globodera spp.): 300-500 g de suelo
• Xiphinema index: 1.000-1.500 g de suelo

Las muestras de raíz pueden reducirse a unos pocos gramos de raíces absorbentes.

Una muestra mucho más pequeña que las dimensiones indicadas puede resultar insuficiente para eventuales análisis de comprobación, sobre todo si el contenido en grava es elevado. Las muestras de peso superior a los límites indicados aumentan notablemente los costes de esterilización y eliminación, y pueden comportar un suplemento sobre el coste del análisis.

7. Muestras de raíces

Qué tomar: raíces absorbentes, finas y provistas de pelos radicales, no porciones gruesas o lignificadas. La toma debe realizarse de forma aleatoria en varias plantas. Pueden utilizarse también sistemas radicales enteros. Las raíces no deben lavarse y deben acondicionarse en bolsa de plástico no biodegradable junto con una pequeña cantidad del suelo adherido, que las protege de la desecación.

Para la identificación de especie la toma debe realizarse preferentemente al final del ciclo de cultivo, cuando hay con seguridad individuos adultos.

Para el índice de agallas se requieren al menos cuatro sistemas radicales enteros por cada muestra.

8. Identificación de la muestra

Escribir la identificación en el exterior de la bolsa con rotulador indeleble. Como alternativa, puede introducirse en la bolsa una etiqueta de cartón escrita a lápiz: la tinta de los bolígrafos y rotuladores comunes, en contacto con el suelo, se vuelve ilegible en poco tiempo.

Completar la identificación cumplimentando el formulario de solicitud de análisis, que debe acompañar a las muestras.

9. Conservación

Conservar las muestras al abrigo de la luz solar directa, para evitar efectos de solarización, y en ambiente fresco hasta el envío. La muestra nunca debe calentarse ni desecarse. En verano utilizar un contenedor refrigerado con hielo. En caso de envío diferido de pocos días, conservar a 8-10 °C.

10. Envío

Comunicar el envío por correo electrónico a info@hortoservice.com, adjuntando el formulario de solicitud de análisis cumplimentado, que puede descargarse desde la página Descargas.

Enviar las muestras, con copia impresa del formulario, a:

Plazos de respuesta

• Nematodos formadores de agallas y migratorios (p. ej. Pratylenchus spp., Xiphinema index, entre otros): 7-10 días desde la recepción
• Nematodos formadores de quistes: 14-21 días desde la recepción (la muestra puede requerir secado al aire para algunos tipos de extracción).

Las solicitudes urgentes deben comunicarse con antelación. Se procede entonces con extracción individual, que reduce los plazos en unos 7 días y comporta un suplemento del 30% sobre el coste del análisis.