Come inviare un campione

Prelievo, confezionamento e spedizione

1. Stabilire le finalità

Prima di prelevare occorre stabilire l'obiettivo dell'analisi, perché da esso dipendono la matrice da campionare, l'intensità del prelievo e il momento in cui effettuarlo.

• Diagnosi di un danno in atto — si vuole individuare la causa di una sofferenza già manifesta. Il prelievo è mirato alle piante sintomatiche e al loro apparato radicale, nella zona di transizione tra area colpita e area sana: al centro della chiazza le radici possono essere già degradate e i nematodi averla abbandonata.
• Accertamento di presenza — si vuole sapere se un determinato nematode sia presente o assente. Richiede un'intensità di prelievo elevata, proporzionata al livello di rilevabilità richiesto, e particolare attenzione alla profondità sull'intera superficie rappresentata.
• Stima della densità di popolazione — si vuole quantificare l'infestazione, per valutare il rischio per la coltura in programma o per confrontare tesi sperimentali. Richiede un numero elevato di subcampioni distribuiti sull'intera superficie rappresentata.

2. Quale matrice campionare

Le matrici campionabili sono quattro:

• Suolo — per la stima della densità di popolazione e per la valutazione del rischio a coltura assente. Il campionamento del solo suolo a coltura già avviata sottostima fortemente la popolazione reale. In presenza della coltura, i nematodi parassiti vanno cercati sulla pianta o nella sua zona radicale. A fine ciclo colturale gran parte delle uova e delle larve risulta associata alle radichette.
• Radici — indispensabili per le forme endoparassite e per l'identificazione di alcune specie
• Parti aeree — steli, foglie e bulbi, per i nematodi fogliari e dello stelo. Alcuni parassiti, quali Ditylenchus dipsaci, in presenza della coltura vanno cercati sulla pianta: nel terreno risulterebbero difficilmente rinvenibili.
• Acqua — per la ricerca nei sistemi irrigui e in coltivazione senza suolo: 1-2 litri prelevati sul fondo delle vasche o in corrispondenza dei filtri, evitando l'acqua corrente

3. Schema di campionamento del suolo

Suddividere l'appezzamento in sezioni omogenee per tipo di suolo e per coltura. Ciascuna sezione non deve superare i 2.500 metri quadrati e va campionata in modo indipendente.

Il numero di subcampioni — le carote prelevate con sonda e riunite a formare un campione unico — varia con la finalità dell'analisi:

• Autocontrollo aziendale: da 10 a 20 subcampioni per sezione
• Parcelle sperimentali: non meno di 20 subcampioni per parcella (EPPO PP 1/321 e PP 1/322)

Suolo nudo o suolo con coltura in atto

• Suolo nudo — terreno a riposo, in preparazione o post-estirpo: si preleva il solo suolo. L'analisi restituisce il livello di popolazione presente e permette di valutare il rischio per la coltura in programma.
• Suolo con coltura in atto — si prelevano suolo e radici assorbenti, non grossolane e dotate di capillizio. I due materiali danno informazioni complementari e l'analisi è generalmente finalizzata alla diagnosi di una problematica insorta in campo.

Da questa distinzione discende una regola di fondamentale importanza. In presenza della coltura il prelievo va effettuato nella zona radicale, in prossimità delle piante: i nematodi fitoparassiti si concentrano dove trovano radici da parassitare e progressivamente migrano verso i tessuti della coltura. In assenza della coltura, mancando un riferimento radicale, i punti di campionamento vanno distribuiti sull'intera superficie della parcella, in modo da rappresentarla nel suo complesso.

Distribuzione dei punti di prelievo

All'interno di ciascuna sezione i punti vanno distribuiti in modo da rappresentare l'intera superficie, evitando di concentrarli in una sola porzione. Gli schemi di uso comune sono il percorso a ZigZag, il percorso ad X e il percorso a W, tutti finalizzati ad attraversare l'area in direzioni diverse.

La scelta dipende dalle condizioni di campo:

• Suolo nudo: percorsi che interessano l'intera sezione. I punti possono eventualmente essere concentrati lungo le linee di trapianto della coltura precedente
• Colture a file in atto: subcampioni lungo le file, procedendo a ZigZag tra file adiacenti ed evitando le interfile
• Colture a semina fitta: percorso a W, a X o a ZigZag sull'intera sezione
• Colture perenni in produzione: subcampioni in corrispondenza della linea gocciolante, uno o due per pianta

Analisi all'estirpo

Si raccomanda di effettuare l'analisi in occasione dell'estirpo di una coltura, quando l'apparato radicale è accessibile ed è possibile prelevare radici insieme al suolo; è il momento in cui il dato è più completo. Inoltre il risultato arriva quando la decisione sulla coltura successiva è ancora da prendere, e può quindi orientarla.

4. Profondità di prelievo

Il criterio generale è campionare l'intero profilo che sarà esplorato dalle radici. I nematodi non si trovano nei primi 2,5-5 cm di suolo, dove le condizioni ambientali sono variabili ed estreme: quello strato va scartato, eventualmente rimuovendolo con una vanga.

Campionare sempre nella zona delle radici assorbenti, la cui profondità varia con la coltura: per la maggior parte delle colture annuali è compresa tra 15 e 20 cm, con un minimo di 5 e un massimo di 30-40 cm. Per la vite e le arboree può raggiungere 40-50 cm.

La presenza di un apparato radicale è determinante nella distribuzione dell'inoculo lungo il profilo verticale. Per i nematodi vettori di virus — Longidorus spp., Xiphinema spp., Trichodorus spp. — è stata descritta la presenza a profondità ben superiori allo strato lavorato.

5. Tecnica di prelievo

Evitare il campionamento con terreno molto asciutto o molto bagnato.

Prelevare carote verticali con sonda, preferibile alla vanga perché consente di campionare l'intero profilo con un volume di terreno contenuto: con carotatrici sottili, di diametro compreso tra 10 e 17 mm, si evita di dover ridurre il campione in campo, operazione che introduce un ulteriore errore.

Scartare i primi 5-10 cm di suolo. Riunire le carote prelevate in un secchio pulito o in un sacchetto e mescolare accuratamente. Non setacciare per separare zolle e ghiaia, ma intervenire manualmente. Trasferire poi in un sacchetto di plastica non biodegradabile una quantità non eccessiva, sufficiente alle analisi.

6. Quantità

La quantità dipende dal tipo di estrazione, che a sua volta dipende dal nematode bersaglio:

• Nematodi galligeni (Meloidogyne spp.) e migratori (es. Pratylenchus spp.): 1.000-1.500 g di suolo
• Nematodi a cisti (Heterodera spp., Globodera spp.): 300-500 g di suolo
• Xiphinema index: 1.000-1.500 g di suolo

I campioni di radice possono essere ridotti a pochi grammi di radici assorbenti.

Un campione troppo piccolo può risultare insufficiente per eventuali analisi di controllo, soprattutto se il contenuto in pietrisco è elevato. Campioni di peso superiore ai limiti indicati aumentano sensibilmente i costi di sterilizzazione e smaltimento, e possono comportare un supplemento sul costo dell'analisi.

7. Campioni di radici

Cosa prelevare: radici assorbenti, fini e dotate di capillizio, non porzioni grossolane o lignificate. Il prelievo va effettuato in modo casuale su più piante. Possono essere utilizzate anche radici intere. Le radici non vanno lavate e vanno confezionate in sacchetto di plastica non biodegradabile assieme ad una piccola quantità del terreno aderente, che le protegge dalla disidratazione.

Per l'identificazione di specie il prelievo va effettuato preferibilmente alla fine del ciclo colturale, quando sono certamente presenti individui adulti.

Per l'indice di galle occorrono almeno quattro apparati radicali interi per ciascun campione.

8. Identificazione del campione

Scrivere l'identificativo all'esterno del sacchetto con pennarello indelebile. In alternativa si può inserire nel sacchetto un cartellino in cartone scritto a matita: l'inchiostro delle penne e dei pennarelli comuni, a contatto con il terreno, diventa illeggibile in poco tempo.

Completare l'identificazione compilando il modulo di richiesta analisi, che va accluso ai campioni.

9. Conservazione

Conservare i campioni al riparo dalla luce solare diretta, per evitare effetti di solarizzazione, e in ambiente fresco fino alla spedizione. Il campione non deve mai riscaldarsi né disseccarsi. In estate utilizzare un contenitore refrigerato con ghiaccio. In caso di spedizione differita di pochi giorni, conservare a 10 °C.

10. Spedizione

Segnalare la spedizione via posta elettronica a info@hortoservice.com, allegando il modulo di richiesta analisi compilato, che è scaricabile dalla pagina Download.

Inviare i campioni, con copia cartacea del modulo, a:

Tempi di risposta

• Nematodi galligeni, Pratylenchus spp. e Xiphinema index: 7-10 giorni dal ricevimento
• Nematodi a cisti: 14-21 giorni dal ricevimento (il campione può richiedere essiccamento all'aria per un risultato attendibile).

Per le richieste urgenti va data segnalazione in anticipo. Si procede con estrazione singola, che riduce i tempi di circa 7 giorni e comporta un supplemento del 30% sul costo dell'analisi.